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《分子植物育种》印刷版, 2013 年, 第 11 卷, 第 25 篇 doi: 10.3969/mpb.011.000838
收稿日期: 2013年09月26日 接受日期: 2013年10月22日 发表日期: 2013年10月29日
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为获得适于胡萝卜ISSR-PCR的反应体系,本研究以胡萝卜为试验材料,采用新型植物基因组DNA提取试剂盒提取胡萝卜嫩叶DNA,利用正交试验设计方法,对ISSR-PCR的5个影响因素:Mg2+、dNTP、Taq DNA聚合酶、引物和模板DNA进行了研究。结果得到胡萝卜ISSR-PCR的最佳反应体系:25 μL的反应体系中含有1.5 mmol/L Mg2+、0.15 mmol/L dNTP、1.5 U Taq DNA聚合酶、0.2 μmol/L引物、50 ng模板DNA。利用优化的反应体系,对最佳反应次数进行了筛选,结果表明优化的反应体系适宜的循环次数是35次。该体系可以为胡萝卜遗传多样性分析、基因定位等提供理论依据。
胡萝卜(Daucus carota L. var. sativa DC.)为伞形花科胡萝卜属的二年生草本植物,其肉质根营养丰富,富含葡萄糖、蔗糖、胡萝卜素以及钙、钾、磷等多种矿质元素。每100 g鲜重中含胡萝卜素1.67~12.1 mg,为番茄5~7倍(蒋光明, 1989, 中国农业出版社, pp.7-10)。胡萝卜还具有很高的药用价值,可以治疗肠胃不适、饱闷气胀、百日咳等症状(王久兴, 2009, 科学技术文献出版社, pp.24-28)。胡萝卜在世界各地分布普遍,中国南北方均有栽培,是一种重要的根菜类蔬菜。目前对胡萝卜栽培、育种及营养成分分析等方面的研究较多,分子标记方面研究相对较少(邱丰艳等, 2010)。
ISSR为Zietkiewicz等(1994)发明的显性标记。该分子标记技术建立在PCR技术基础之上,兼具SSR标记和RAPD标记的优点,稳定性好,多态性高,在亲缘关系分析、遗传图谱构建、基因定位、遗传多样性分析、品种鉴定、SSR引物开发等方面得到了广泛应用(金雪等, 2013; 宋廷宇等, 2012; 黄歆贤, 2011; 王述彬等, 2009; 嵇怡等, 2008; 马红勃等, 2008; 肖扬等, 2009)。
本研究利用L16(45)正交表,对ISSR-PCR反应体系的主要成分进行了优化,同时进行了不同循环次数试验,旨在获得适于胡萝卜的ISSR反应体系,为胡萝卜遗传多样性分析、基因定位等提供理论依据。
1结果与分析
1.1 DNA检测结果
提取的基因组DNA用荧光分光光度计检测,检测结果为:DNA浓度151.9 ng/μL,OD260和OD280的比值等于1.9。这说明利用天根新型基因组提取试剂盒所提取的DNA质量较高,能够满足ISSR反应的需要。
1.2 ISSR-PCR扩增结果
应用正交试验设计对胡萝卜基因组DNA进行PCR扩增(图1),PCR扩增的结果是反应体系中Mg2+、dNTP、Taq DNA聚合酶、引物、模板DNA共同作用的结果。由图1可见,在16个组合中除2、4、9组合没有谱带外,都有谱带产生。第1组合谱带少而弱,可能是引物和模板浓度过低所致。第5组合谱带不明显,可能是dNTP浓度过低所致。第7组合谱带少,可能是模板DNA用量过低所致。第11组合谱带少,不清晰,可能是引物浓度低所致,12组合谱带较好。第13、14组合谱带弥散,可能是Mg2+和Taq酶浓度过高所致。第15、16组合条带数量适中,但条带弱。第10组合条带数最多,但扩增效果不清晰。第8组合谱带少可能是Taq酶用量少所致。通过比较,第6组合扩增的谱带多而且多态性好,谱带清晰,是理想的组合。
图1 正交设计ISSR-PCR反应体系扩增结果
注: M: DL2000 plus DNA marker; 1~16: 处理编号1~16, 同表2 Figure 1 The result of ISSR-PCR by orthogonal design on amplification Note: M: DL2000 plus DNA marker; 1~16: The treatment number 1~16 as showed in table 2 |
PCR扩增结果受到多个因素综合影响,而最佳的组合应该是特异性谱带多态性高、谱带清晰、且谱带较稳定的组合。因此,本研究确定6号组合为最佳组合,即25 μL的PCR反应体系中含:1.5 mmol/L Mg2+,0.15 mmol/L dNTP,1.5 U Taq DNA聚合酶,0.2 μmol/L引物,50 ng模板DNA。
1.3循环次数对扩增结果的影响
应用试验设计的6号组合作为反应体系,进行了不同循环次数试验,分别为30次、35次和40次。扩增结果见图2。由图2中可以看出35次和40次循环时,条带清晰,且循环结果差异不明显,故选择35次作为最佳的循环次数。
图2 循环次数对扩增结果的影响
注: M: DL2000 DNA marker; 1~3: 循环次数分别为35, 30, 40 Figure 2 Effects of cycle number on amplification Note: M: DL2000 DNA marker; 1~3: The number of cycles are 35, 30, 40 |
2讨论
本研究采用正交设计,得到了适于胡萝卜ISSR-PCR反应的体系。此反应体系的扩增效果受Mg2+、dNTP、Taq酶、引物和DNA模板等综合因素影响。邱丰艳等(2010)应用单因素试验对影响胡萝卜ISSR-PCR扩增效果的因素进行了研究。但单因素试验需要扩增次数多,较为繁琐,且单因素试验不能同时考察因素间的交互作用,因此所需的试验时间长。而正交设计具有均衡分散、综合可比、效用明确的特性,其可伸缩性强(盖钧镒, 2000, 中国农业出版社, pp.286-287),可以较少的处理研究多因素的互作效应,尽快找到最佳反应体系(吴春燕等, 2012)。
在PCR反应体系中,引物浓度对PCR扩增效果影响显著,浓度过低产物少,条带难分辨,浓度太高条带不清晰,容易导致非特异性扩增,而且会增加引物二聚体形成的机会(宋江华等, 2013)。本研究中,适宜的引物浓度为0.2 μmol/L。
模板DNA的用量对PCR扩增有显著影响,但其适宜浓度的变化范围较大,浓度过低,无扩增条带或条带不稳定,过高会使非特异性扩增产物增加,造成电泳条带呈弥散状(李雪等, 2013)。
Mg2+浓度显著影响PCR反应的扩增效率和特异性,主要有两个方面:一是Mg2+能够激活Taq酶的活性;二是影响模板和引物杂交体的退火和解链温度(杨金华等, 2013),进而影响扩增的真实性和产物的特异性。
模板DNA是影响ISSR-PCR反应体系的一个重要因素,要求纯度要高。本研究中提取的模板DNA浓度151.9 ng/μL,OD260/OD280=1.9,质量高,能够满足ISSR-PCR的需要。同时模板DNA的量也影响反应效果,量过高,特异性降低,非特异性产物增加;模板量过低,无扩增产物或产物不稳定(曾亮等, 2012)。在ISSR-PCR反应体系中,Taq酶用量过少,扩增不能正常进行,过多会产生非特异性扩增,且增加成本。在本研究中,50 ng DNA是适宜的模板用量,25 μL体系中Taq酶用量为1.5 U扩增效果好。
此外,循环次数的多少也会影响扩增反应,因此要进行循环次数的摸索,本体系35次循环为宜。
邱丰艳等(2010)研究得到的最佳反应体系为:在25 μL的反应体系中含2.0 mmol/L Mg2+、0.2 mmol/L dNTP、1.5 U Taq DNA聚合酶、0.5 μmol/L引物、20 ng模板DNA。除Taq DNA聚合酶用量与本研究相同外,均与本研究所得结果不同。可能是由于所选用的试验方法不同、试验材料有差异、应用的仪器不同或所选用的试剂有差别等造成的。本研究结果可以为应用正交设计进行ISSR-PCR反应体系优化及采用ISSR分子标记进行胡萝卜亲缘关系分析、基因定位等提供理论依据。
3材料与方法
3.1供试材料
供试材料为胡萝卜幼叶,采于吉林农业大学园艺学院蔬菜基地。用于ISSR-PCR反应dNTP和Taq DNA聚合酶由TAKARA公司生产,基因组提取应用天根的新型植物基因组提取试剂盒。引物为哥伦比亚大学设计的811,序列为(GA)8C,由上海生工合成。琼脂糖为天根公司产品,Marker购自索莱宝公司。
3.2方法
3.2.1胡萝卜基因组DNA的提取和浓度测定
基因组提取应用天根的新型植物基因组提取试剂盒,采用比色法测定提取的基因组DNA的浓度和纯度,并将浓度稀释为5 ng/μL,备用。
3.2.2反应体系的优化
选择L16(45)正交表,对PCR体系各反应成分因素(Mg2+, dNTP, Taq DNA聚合酶, 引物, 模板DNA)水平及正交试验表见表1和表2。反应体系中总体积为25 μL。
表1 ISSR-PCR体系因素-水平
Table 1 ISSR-PCRfactors-levels |
表2 ISSR-PCR正交试验设计(L16(45))
Table 2 ISSR-PCR orthogonal design (L16(45)) |
PCR扩增程序为:94℃ 5 min;94℃ 30 s,55℃ 45 s,72℃ 90 s,35个循环;72℃ 10 min;4℃保存。扩增产物用1%的琼脂糖凝胶在电泳仪上检测,120 V电泳1 h,在自动凝胶成像系统上拍照分析。根据分析结果,找到最佳反应条件,并进行30次、35次、40次循环反应,找到最佳反应次数。
作者贡献
吴春燕、宋廷宇和李静是本研究的实验设计和实验研究的执行人;吴春燕及李静完成数据分析,论文初稿的写作;陈赫楠参与了论文的校对工作;宋廷宇是项目的构思者及负责人,指导实验设计,数据分析,论文写作与修改。全体作者都阅读并同意最终的文本。
致谢
本研究由吉林省财政厅科研育种专项资金项目(201104)资助。
参考文献
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