水稻是中国乃至世界上最重要的粮食作物之一。由稻瘟菌(Magnaporthe oryzae)引起的稻瘟病是水稻最严重病害之一，每年造成生产上损失高达10%~30% (Talbot, 2003; Dean et al., 2005; Ebbole, 2007)。稻瘟菌与水稻互作系统因其在农业生产中的重要性，以及其在遗传操作体系、突变体资源和基因组信息等方面具有非常好的便利性，成为植物与真菌病原互作研究的重要模式系统之一。

水稻与稻瘟菌的相互作用符合经典“基因对基因”学说(Flor, 1956)。Avr-Pita/Pi-ta (Orbach et al., 2000; Bryan et al., 2000)、AvrPiz-t/Piz-t (Zhou et al., 2006; Li et al., 2009)、AvrPikm/Pikm (Ashikawa et al., 2008; Yoshida et al., 2009)以及AvrPia/Pia (Miki et al., 2009; Yoshida et al., 2009; Okuyama et al., 2011)等多对无毒基因(avirulence gene, Avr基因)/抗病基因(resistance gene, R基因)组合的克隆充分证实了这一学说。植物分子病理学研究的发展，对“基因对基因”学说有了进一步的延伸和拓展，形成了PTI-ETI的理论框架(Chisholm et al., 2006; Jones and Dangl, 2006)。针对水稻与稻瘟菌互作系统的研究表明，水稻同样存在着保守的PTI免疫防御系统，其细胞膜表面存在着一类模式识别受体(pattern recognition receptor, PRR)，如CEBiP和OsCERK1 (Shimizu et al., 2010)、LYP4和LYP6 (Liu et al., 2012)等，能够感应相应的病原物模式分子(pathogen-associated molecular patterns, PAMPs)，开启PAMPs激发的免疫反应(PAMP-triggered immunity, PTI)；对应地，致病型病原菌通过分泌效应子(effector)蛋白来抑制寄主PTI；反之，一些稻种则进化产生抗病基因，其编码的R蛋白能够特异性地识别相应的病原效应因子，从而激活免疫反应(effector-triggered immunity, ETI)。在稻瘟菌与水稻这一复杂的侵染与防御互作过程中，稻瘟菌效应蛋白起着重要的作用。近年来，稻瘟菌效应蛋白分离、功能鉴定及其作用机制等方面的研究取得了较大进展。本文综述了稻瘟菌效应蛋白研究的现状，并对未来值得重点关注的研究方向进行了探讨。

1稻瘟菌分泌蛋白组
植物病原效应因子研究是国际植物与病原菌互作研究领域的一个热点。鉴于这一研究领域的快速发展，Hogenhout等(2009)扩展了效应因子的概念，包括：传统概念上的无毒蛋白(Avr蛋白)、激发子(elicitor)、病原相关分子模式(PAMPs)、毒素蛋白(toxins)以及一些降解酶等。植物病原效应因子必须被分泌并转运到寄主细胞的特定空间才能发挥其功能。一些原核细菌性病原主要通过Ⅲ型分泌系统直接将效应蛋白因子注入到植物细胞内。这些效应因子通过各种机制在形态学结构、生理生化过程等不同层次上影响寄主细胞功能，抑制寄主细胞免疫反应(Zhou and Chai, 2008)。真核病原菌分泌效应蛋白因子的途径不同于细菌的Ⅲ型分泌系统，其主要是通过内质网-高尔基体(ER-Golgi)的蛋白分泌系统(Panstruga and Dodds, 2009)。真核分泌蛋白的一个最主要特征是其N-末端含有一个约15~30个疏水性氨基酸残基组成的信号肽，引导分泌蛋白跨膜及最终转运到细胞膜外(Von Heijne, 1990)。近十多年来，多种植物真核病原全基因组序列的解析为预测和分析植物病原的分泌蛋白组奠定了重要的基础。

稻瘟病菌是全基因组测序完成最早的一个植物真菌性病原。第一个稻瘟菌全基因组序列的分析完成于2005年。Dean等(2005)通过鸟枪法对一种实验室菌株70-15全基因组序列进行分析，解析了总长度38.8 Mb的序列，包含11 109个预测基因。随着基因组序列分析技术的发展，国际上多个稻瘟菌研究团队进一步对多种不同菌株进行全基因组测序，如Yoshida等(2009)对一种田间菌株Ina168，Xue等(2012)对一种来源于中国云南的田间菌株Y34和一种来源于日本的田间菌株P131进行了全基组序列分析。基于稻瘟菌全基因组序列的信息学分析表明，稻瘟菌基因组含有数目众多编码分泌蛋白的基因。Dean等(2005)最早通过信息学分析，初步预测70-15基因组中存在739个分泌蛋白基因，其数量约为脉胞菌分泌蛋白基因的两倍。陈继圣等(2006)通过对70-15全基因组序列进行详细分析，进一步利用SignalP、Protcomp、TMHMM、big-PI predictor和TargetP等程序进行预测，认为稻瘟菌基因组含有1 235个编码分泌蛋白的ORF。苏源等(2006)采用类似的信息学分析策略，预测稻瘟菌基因组中具有1 134个可能编码分泌蛋白的基因。Yoshida等(2009)则预测70-15基因组中具有1 032个编码分泌蛋白的基因。生物信息学分析还表明，稻瘟菌分泌蛋白组中，许多蛋白涉及细胞代谢、能量运输以及信号传导等功能，其中有相当部分编码可能降解植物细胞壁组分或与致病相关的酶类，暗示这些分泌蛋白对稻瘟菌侵染水稻具有重要功能(苏源等, 2006)。基因组水平上解析稻瘟菌分泌蛋白组对规模化鉴定稻瘟菌功能效应蛋白有重要意义，如Yoshida等(2009)通过分析比较70-15和Ina168两种不同菌株分泌蛋白基因的差异，结合遗传关联分析和功能互补验证，鉴定了Avr-Pia、Avr-Pii和Avr-Pik/km/kp等3个新型无毒基因。

蛋白组学的发展也推动了稻瘟菌分泌蛋白组的研究。Wang等(2011)采用二维凝胶电泳及质谱分析等手段对稻瘟菌在氮饥饿条件下其分泌蛋白组表达进行研究，共鉴定了85个差异表达的分泌蛋白，其中细胞壁水解酶占22.4%，蛋白质和脂质水解酶占24.7%，活性氧解毒蛋白占22.4%，其余未知蛋白占14.1%。Jung等(2012)以玻板、PVDF膜及液体培养等三种不同条件模拟稻瘟菌侵染水稻的早期阶段，采取二维凝胶电泳及串联质谱技术对稻瘟菌分泌蛋白组进行分析，共鉴定了53个分泌蛋白，其中6个蛋白功能涉及细胞壁修饰、活性氧解毒蛋白、脂质修饰和蛋白修饰等。Kim等(2012)从接种稻瘟菌的水稻叶片组织胞间系统中提取蛋白，以二维凝胶电泳及质谱分析技术对其进行分析，共鉴定到732个分泌蛋白，其中水稻分泌蛋白和稻瘟菌分泌蛋白分别占40%和60%。在这些蛋白中，水稻分泌蛋白功能主要涉及逆境反应、活性氧产生及能量代谢，而稻瘟菌分泌蛋白功能主要涉及代谢和细胞壁水解。

2影响致病性的稻瘟菌分泌蛋白
稻瘟菌侵染水稻是一个复杂的过程，包括孢子萌发、附着胞形成、侵染栓入侵以及侵染性次生菌丝扩展等，整个过程涉及病原与寄主之间物质、能量等各方面的交换。分泌蛋白作为在稻瘟菌胞内合成并进一步分泌到胞外发挥功能的蛋白，是承载着稻瘟菌与水稻胞间交换的最主要物质之一。Gilbert等(2006)对稻瘟菌一个定位于高尔基体、功能涉及极性外排途径的MgAPT2进行研究，发现MgAPT2功能缺失突变体的胞外蛋白分泌途径受到损害，许多分泌蛋白不能正常分泌到胞外。相应地，MgAPT2突变菌株也失去了对水稻的致病性。这一发现充分说明分泌蛋白在稻瘟菌与水稻互作的过程中起着至关重要的作用。

近二十年来，基于基因敲除的研究已发现一些对稻瘟菌致病性有关键作用的分泌蛋白。Talbot等(1993, 1996)通过差异cDNA克隆鉴定了一个在稻瘟菌侵染水稻过程中表达水平显著升高的分泌蛋白基因MPG1。MPG1功能缺失突变体的致病性显著降低。进一步研究表明，MPG1编码一个真菌I型疏水蛋白，能够促进分生孢子形成疏水层，介导稻瘟菌与寄主疏水表面相结合。Ahn等(2004)研究了一个稻瘟菌编码细胞外基质蛋白的基因EMP1。EMP1基因敲除突变体在附着胞形成及致病性方面明显减弱，但其菌丝体生长以及产孢性不受影响，表明EMP1在稻瘟菌附着胞形成过程中起着重要作用。Kim等(2005)研究了一个稻瘟菌II型疏水蛋白MHP1。在序列上，MHP1与MPG1仅有20%相似性，但针对MHP1基因敲除突变体的研究显示，MHP1在维持稻瘟菌表面疏水性方面同样具有关键作用，是影响稻瘟菌致病性的一个关键因子。Jeong等(2007)通过分段标记(split-marker)转化系统敲除了稻瘟菌中一个snodprot1家族同源蛋白基因MSP1。snodprot1家族同源蛋白是一类真菌小分泌蛋白，普遍具有植物毒素功能。Jeong等(2007)进一步对MSP1突变体研究，发现MSP1功能缺失不影响稻瘟菌正常离体生长以及附着胞形成，但导致稻瘟菌在侵染植株阶段不能正常生长，进而显著降低致病毒性。Saitoh等(2012)较大规模地对78个分泌蛋白基因进行敲除，并对基因敲除突变体进行分析，发现其中一个MC69突变体，其对水稻侵染致病性显著降低。Saitoh等(2012)进一步研究发现，与原生型菌株相比，MC69突变体在产孢性、附着胞形成等方面无明显变异，但其侵染性菌丝的发展明显受到抑制，说明MC69可能是一个在稻瘟菌入侵后，与水稻细胞直接互作过程中发挥功能的分泌蛋白。Mentlak等(2012)研究发现，稻瘟菌在侵染水稻过程中，分泌出一个效应子Slp1。Slp1是一个含LysM基序的蛋白，这类蛋白具有结合病原物模式分子几丁质寡糖的活性。研究表明，Slp1蛋白经由稻瘟菌分泌后，积累在真菌细胞壁与水稻细胞质膜之间，能够通过结合几丁质寡糖，抑制几丁质寡糖激发的水稻PTI免疫防御，Slp1基因敲除突变体对水稻的致病性受抑制，说明Slp1对稻瘟菌致病性有关键作用。

3诱导植物细胞坏死的稻瘟菌效应蛋白
许多植物病原菌在侵染寄主过程中会分泌一些诱导植物细胞死亡的蛋白，如叶霉菌(Cladosporium fulvum) Ecp3、Ecp5，大麦云纹病(Rhynchosporium secalis) Nip1 (Rep, 2005)以及NLPs (NEP1-like proteins, NEP1类蛋白)。NLPs家族蛋白是其中研究较清楚的一类蛋白(Küfner et al., 2009)。Bailey等(1995)从尖孢镰刀菌(Fusarium oxysporum)分离到一个蛋白，因其能诱导植物细胞坏死和乙烯产生而命名为NEP1 (necrosis and ethylene inducing peptide 1, 坏死及乙烯诱导多肽1)。随后，许多研究小组分别从真菌、卵菌和细菌等不同分类病原物种中分离到NLPs家族蛋白，如腐霉菌(Pythium aphanidermatum) NLPPya (Veit et al., 2001)、疫霉菌(Phytophthora parasitica) NLP_Pp (Fellbrich et al., 2002)、大豆疫霉菌(Phytophthora sojae) NLP_Ps (Qutob et al., 2002)以及细菌软腐病菌(Pectobacterium carotovorum subsp. Carotovorum) NLP_Pcc (Mattinen et al., 2004)等。基于NLPs的研究表明，诱导植物细胞坏死的蛋白主要在病原侵染寄主的过程中高表达，这些蛋白对病原菌的致病毒性具有重要作用。另一方面，研究还发现，NLPs作为毒性因子，在其增强病原菌致病性的同时，也刺激植物细胞产生免疫反应。这类蛋白也因此被称为植物免疫反应激发子。

在较长一段时间内，NLPs如何诱导植物细胞产生免疫反应一直未为人们所知。Qutob等(2006)研究发现，NLPs能够激活植物细胞丝裂原活化蛋白激酶(mitogen activated protein kinases, MAPKs)通路，诱导离子流(ion fluxes)产生、活性氧(reactive oxygen species, ROS)迸发、胼胝质(callose)沉积以及病程相关基因(defense-related genes)表达等。这些反应与植物细胞PTI反应相似。最近，Ottmann等(2009)通过解析NLPs的晶体结构，发现NLPs具有细胞溶解毒素功能。病原菌通过分泌这一毒素，破坏寄主细胞膜完整性并促使植物细胞产生坏死。Ottmann等(2009)的研究还阐释了NLPs诱导植物细胞产生免疫反应的可能机制，即NLPs蛋白并非象其它一些保守PMAPs分子一样直接被植物细胞识别，其作用是一种间接的诱导效应。NLPs作用于植物细胞后，促使植物细胞破裂并释放出一些内源激发子。这些激发子为植物周边细胞识别，进而激活免疫反应。这一机制与动物系统的毒素诱导免疫机制相似(Küfner et al., 2009)。

稻瘟菌基因组具有与NLPs同源的基因序列，但这些序列编码的产物是否同样具有诱导植物细胞坏死，尤其是诱导单子叶植物水稻细胞坏死的功能仍然未知。最近，本课题组和另外一个研究小组分别从稻瘟菌中鉴定了一些诱导植物细胞坏死的新型效应蛋白。Chen等(2012)通过培养液蛋白纯化获得了一个稻瘟菌分泌蛋白MoHrip1。MoHrip1注射到烟草叶片后，能在20~24 h后诱导烟草叶片产生明显坏死斑。MoHrip1具有激发子功能，能诱导植物细胞产生早期免疫反应，包括活性氧(reactive oxygen species, ROS)迸发、胼胝质(callose)沉积以及病程相关基因(defense-related genes)表达等。有意思的是，利用MoHrip1处理水稻能显著提高水稻的系统性抗性。Chen等(2013)综合应用高通量基因分析技术，系统分析了稻瘟菌与水稻互作转录谱，鉴定了851个在稻瘟菌与水稻互作中获得表达的分泌蛋白基因。本研究进一步通过水稻原生质体瞬时表达和农杆菌注射本生烟叶片策略，鉴定了5个诱导植物细胞坏死的新型效应蛋白MoCDIP1-5。MoCDIPs之间序列上没有相似性，与其它已知诱导植物细胞坏死的效应蛋白也没有同源性。这些蛋白可能有助于稻瘟病侵染寄主组织，但其作用机制仍有待进一步深入研究。

4稻瘟菌Avr蛋白
稻瘟菌Avr基因与水稻R基因的相互作用符合经典“基因对基因”学说(Flor, 1956)，其互作也因在农业生产中的重要性而长期成为水稻分子病理学研究重点。近年来，关于稻瘟菌Avr基因的研究，包括基因克隆、蛋白转运以及功能机制等，均有显著进展。

4.1稻瘟菌Avr基因克隆
迄今为止，水稻中已被克隆的R基因超过13个，稻瘟菌中已被克隆的Avr基因也有9个(Liu et al., 2010)，其中功能上成对应Avr基因/R基因组合的有Avr-Pita/Pi-ta、AvrPiz-t/Piz-t、AvrPikm/Pikm以及AvrPia/Pia等4对组合。

PWL1和PWL2是两个较早被克隆出来的基因。Sweigard等(1995)通过图位克隆从稻瘟菌毒性菌株Guy11中克隆了PWL2。序列分析表明PWL2编码一个富含甘氨酸的分泌蛋白。Sweigard等(1995)研究发现PWL2缺失的菌株对特殊寄主弯叶画眉草(Eragrostis curvula)具有致病性，而携带PWL2的菌株则不具有致病性，说明PWL2是一个寄主特异性的无毒基因。PWL1是PWL2的一个同源基因，其功能和PWL2类似，也涉及稻瘟菌对弯叶画眉草的致病性(Kang et al., 1995)。PWL1和PWL2虽然被归类为稻瘟菌Avr基因，但其功能实际并未涉及稻瘟菌与水稻的互作体系。

ACE1是已克隆Avr基因中唯一非编码分泌蛋白的基因。ACE1由Böhnert等(2004)通过Guy11×ML25的群体克隆获得，其相对应的水稻抗病基因是Pi33。ACE1编码一个分子量约438 kD的多聚酮化合物酶和非核糖体肽合酶复合物，其功能与微生物次生代谢相关。ACE1在稻瘟菌侵染水稻时表达，蛋白则特异性积累在附着胞细胞质中(Fudal et al., 2007)。这一结果说明，ACE1本身不是作为效应因子直接在水稻细胞中激活其产生抗性。水稻R蛋白Pi33可能通过识别ACE1介导次生代谢途径的变化而产生免疫应答。

Avr-Pita、Avr1-CO39和AvrPiz-t均是通过图位克隆获得。Orbach等(2000)通过RFLP标记定位结合染色体步行，从一个中国田间菌株O-137克隆了Avr-Pita。Avr-Pita编码一个中性锌金属蛋白酶，含有223个氨基酸，成熟蛋白仅为176个氨基酸，是品种特异性的Avr蛋白，非水稻致病性所必需(Orbach et al., 2000)。Avr1-CO39也是根据RFLP定位结合染色体步行克隆得到的。该无毒基因先前被定位在稻瘟病菌第一染色体一个约610 kb的区间。Farman等进一步将其定位到一个1.05 kb，具有8个疑似ORF的区段，并且确定ORF3能激发水稻品种CO39发生特异免疫反应，可能为编码Avr1-CO39的基因(Farman et al., 2002; Farman and Leong, 1998)。AvrPiz-t是中国王宗华团队和周波团队合作克隆获得(Li et al., 2009)。Li等(2009)通过精细定位，确定AvrPiz-t位于SNP标记SNP12与SNP78之间约21 kb区段。该区段包含6个预测基因，进一步互补实验证实其中一个基因7bg7.15为功能AvrPiz-t。Li等(2009)分析发现，毒性菌株Guy11基因组含有完整AvrPiz-t编码区，但其启动子上游462 bp处插入一个Pot3转座子，导致其表达受抑制而失去功能。

AvrPia、AvrPii和AvrPiK/km/kp是通过基因组重测序结合遗传关联分析克隆获得。Yoshida等(2009)系统比较了菌株Ina168和70-15的基因组序列，发现Ina168基因组独有一个1.68 Mb的区域，包含316个预测的小分泌蛋白，进一步通过关联分析、候选基因克隆以及遗传转化分析等实验鉴定了3个新的无毒基因AvrPia、AvrPii和AvrPiK/km/kp。MiKi等(2009)通过图位克隆也鉴定了同一个编码AvrPia的基因。

4.2稻瘟菌Avr蛋白转运
植物真核类病原菌通过内质网-高尔基体分泌系统将效应蛋白释放到寄主胞外(Dodds et al., 2009)。其中一些效应蛋白在胞外起作用，被称为胞外效应因子(Hogenhout et al., 2009)，包括各种毒素，降解酶以及胞外无毒蛋白等；另外一部分蛋白则可以通过一些特殊的途径进入植物细胞内，被称为胞内效应因子(Hogenhout et al., 2009)。基于卵菌系统的研究表明，卵菌基因组中有一类数目众多的编码带保守RXLR序列的分泌蛋白基因(Tyler et al., 2006)。RXLR是这类效应因子被转运到植物胞内的关键结构域(Whisson et al., 2007)，其机制主要是通过与植物细胞膜3-磷酸磷脂酰肌醇分子结合而进入植物细胞内(Kale et al., 2010)。RXLR基序的发现为从全基因组水平系统鉴定植物卵菌病原效应蛋白奠定了重要基础。另一方面，迄今为止的研究表明，植物真菌病原效应蛋白似乎不存在类似RXLR保守基序，这使得从全基因组水平预测真菌病原胞内效应蛋白具有较大难度。

一直以来，稻瘟菌Avr蛋白就被认为是胞内效应蛋白。Jia等(2000)通过酵母双杂交试验发现，去除分泌信号肽序列的Avr-Pita₁₇₆与Pi-ta的富亮氨酸区段直接互作，并且在水稻细胞内表达Avr-Pita₁₇₆会激发Pi-ta介导的超敏反应(Hypersensitive response, HR)，间接证实Avr-Pita176是在水稻细胞内发挥功能。Mosquera等(2009)利用荧光蛋白显微定位技术研究了稻瘟菌侵染水稻细胞过程中4个活体营养相关分泌蛋白(Biotrophy-associated secreted, BAS)的定位及转运模式。研究表明，稻瘟菌入侵菌丝在其与水稻细胞接触处形成一个特化的活体营养互作界面复合体(Biotrophic interfacial complex, BIC)。BAS1和BAS2及已知Avr蛋白主要BIC中累积。随后，Khang等(2010)进一步研究AVR-Pita1、PWL1和PWL2的转运机制，在菌丝入侵的水稻细胞中观察到PWL2的荧光蛋白信号，首次直接证实稻瘟菌Avr蛋白被转运到水稻细胞内。最近，Ribot等(2013)以及Park等(2012)的研究也分别表明稻瘟菌Avr1-CO39、AvrPiz-t被转运到水稻细胞内。Ribot等(2013)研究还表明，分泌出稻瘟菌胞外的Avr1-CO39是通过某种不依赖于病原系统的机制被独立转运到水稻细胞内，类似于Avr1b不依赖于卵菌系统而被转运到大豆细胞内的现象(Dou et al., 2008)。

4.3稻瘟菌Avr蛋白抑制水稻PTI
植物病原细菌、卵菌、真菌以及线虫等，均会分泌效应蛋白进入寄主细胞内。这些效应蛋白可以通过多种途径干扰寄主植物细胞PTI免疫防御，促进病原侵染。研究表明，效应蛋白可在生理、代谢机制上控制植物气孔开闭、抑制胼胝质沉积、抑制ROS产生、抑制HR超敏反应，在分子、生化机制上调控寄主细胞相关基因表达、分子模拟调控各种信号通路、阻断MAPKs通路等(Chisholm et al., 2006; Bent and Mackey, 2007; Göhre and Robatzek, 2008; Hogenhout et al., 2009)。

Park等(2012)参与合作研究发现稻瘟菌效应蛋白AvrPiz-t具有抑制水稻PTI免疫防御的功能。通过对转基因异源表达AvrPiz-t的水稻材料进行分析，发现AvrPiz-t抑制了flg22和几丁质激发的水稻细胞ROS迸发，并且AvrPiz-t的存在增加了水稻植株的感病性。为进一步研究AvrPiz-t抑制水稻PTI的机制，本研究通过酵母双杂交方法，筛选到多个与AvrPiz-t互作的候选水稻蛋白，其中一个AvrPiz-t互作蛋白6 (AvrPiz-t Interacting Protein 6, APIP6)是具有RING结构域的E3泛素连接酶。体外实验表明，APIP6具有E3泛素连接酶活性，并且AvrPiz-t能够抑制APIP6介导的泛素化反应。遗传实验发现，在APIP6表达水平受到抑制的RNAi转基因植株中，水稻细胞应答flg22迸发ROS的反应同样受到抑制，并且植株对稻瘟菌更为敏感。这些结果说明，AvrPiz-t通过影响寄主泛素-蛋白酶体系统(ubiquitin-proteasome system, UPS)，抑制水稻中PAMP介导的免疫防御(Park et al., 2012)。

5展望
效应蛋白在病原菌与植物互作系统中扮演着十分重要的角色。一方面，效应蛋白是植物病原菌成功侵染寄主的关键武器；另一方面，效应蛋白也是植物免疫系统识别病原菌入侵的靶标。通过对植物病原效应蛋白功能及其作用机制的研究极大地促进了人们对植物抗病分子机制的了解。

关于稻瘟菌效应蛋白的研究已取得了较大进展，但在许多方面研究仍处于起步阶段：稻瘟菌基因组含有1 000多个编码分泌蛋白的基因，但绝大多数分泌蛋白基因的功能是未知的；稻瘟菌胞内效应蛋白不存在类RXLR保守基序，是否具有其它保守基序介导效应蛋白进入植物细胞内；稻瘟菌效应蛋白作用于寄主细胞的靶标及功能机制基本空白；水稻R蛋白识别稻瘟菌效应蛋白并激活ETI的机制仍有待阐明，等等。因此，建立高通量研究体系，规模化鉴定稻瘟菌分泌蛋白功能，对其中功能效应蛋白的分子机制进行详细研究对深入了解稻瘟菌与水稻互作机制具有重要意义，并为未来水稻抗病改良提供新理论策略。

作者贡献
郑月琴是本研究的实验设计和实验研究的执行人，完成数据分析，论文初稿的写作；林艳和何燕华参与实验设计，试验结果分析；陈松彪和王锋是项目的构思者及负责人，指导实验设计，数据分析，论文写作与修改。全体作者都阅读并同意最终的文本。

致谢
本研究由国家自然科学基金项目(31171808)、福建省自然科学基金杰出青年基金项目(2011J06009)和福建省农业科学院引进海外人才科研启动基金项目(HWRC2011-01)共同资助。

参考文献
Ahn N., Kim S., Choi W., Im K.H., and Lee Y.H., 2004, Extracellular matrix protein gene, EMP1, is required for appressorium formation and pathogenicity of the rice blast fungus, Magnaporthe grisea, Mol. Cells, 17(1): 166-173

Ashikawa I., Hayashi N., Yamane H., Kanamori H., Wu J., Matsumoto T., Ono K., and Yano M., 2008, Two adjacent nucleotide-binding site-leucine-rich repeat class genes are required to confer Pikm-specific rice blast resistance, Genet., 180(4): 2267-2276

Bailey B.A., 1995, Purification of a protein from culture filtrates of Fusarium oxysporum that induces ethylene and necrosis in leaves of Erythroxylum coca, Phytopathol., 85(10): 1250-1255

Bent A.F., and Mackey D., 2007, Elicitors, effectors, and R genes: the new paradigm and a lifetime supply of questions, Annu. Rev. Phytopathol., 45: 399-436

Böhnert H.U., Fudal I., Dioh W., Tharreau D., Nottéghem J.L., and Lebrun M.H., 2004, A putative polyketide synthase/peptide synthetase from Magnaporthe grisea signals pathogen attack to resistant rice, Plant Cell, 16(9): 2499-2513

Bryan G.T., Wu K.S., Farrall L., Jia Y., Hershey H.P., McAdams S.A., Faulk K.N., Donaldson G.K., Tarchini R., and Valent B., 2000, A single amino acid difference distinguishes resistant and susceptible alleles of the rice blast resistance gene Pita, Plant Cell, 12(11): 2033-2045

 Chen J.S., Zheng S.Q., Zheng W., Zhou J., Lu G.D., and Wang Z.H., 2006, Prediction for secreted proteins from Magnaporthe grisea genome, Zhongguo Nongye Kexue (Scientia Agricultura Sinica), 39(12): 2474-2482 (陈继圣, 郑士琴, 郑武, 周洁, 鲁国东, 王宗华, 2006, 全基因组预测稻瘟菌的分泌蛋白, 中国农业科学, 39(12): 2474-2482)

Chen M.J., Zeng H.M., Qiu D.W., Guo L.H., Yang X.F., Shi H.X., Zhou T.T., and Zhao J., 2012, Purification and characterization of a novel hypersensitive response-inducing elicitor from Magnaporthe oryzae that triggers defense response in rice, PLoS One, 7(5): e37654

Chen S., Songkumarn P., Venu R.C., Gowda M., Bellizzi M., Hu J., Liu W., Ebbole D., Meyers B., Mitchell T., and Wang G.L., 2013, Identification and characterization of in planta-expressed secreted effector proteins from Magnaporthe oryzae that induce cell death in rice, Mol. Plant Microbe Interact., 26(2): 191-202

 Chisholm S.T., Coaker G.., Day B., and Staskawicz B.J., 2006, Host-microbe interactions: shaping the evolution of the plant immune response, Cell, 124(4): 803-814

Dean R.A., Talbot N.J., Ebbole D.J., Farman M.L., Mitchell T.K., Orbach M.J., Thon M., Kulkarni R., Xu J.R., Pan H., Read N.D., Lee Y.H., Carbone I., Brown D., Oh Y.Y., Donofrio N., Jeong J.S., Soanes D.M., Djonovic S., Kolomiets E., Rehmeyer C., Li W., Harding M., Kim S., Lebrun M.H., Bohnert H., Coughlan S., Butler J., Calvo S., Ma L.J., Nicol R., Purcell S., Nusbaum C., Galagan J.E., and Birren B.W., 2005, The genome sequence of the rice blast fungus Magnaporthe grisea, Nature, 434(7036): 980-986

Dodds P.N., Rafiqi M., Gan P.H., Hardham A.R., Jones D.A., and Ellis J.G., 2009, Effectors of biotrophic fungi and oomycetes: pathogenicity factors and triggers of host resistance, New Phytol., 183(4): 993-1000

Dou D.L., Kale S.D., Wang X., Jiang R.H.Y., Bruce N.A., Arredondo F.D., Zhang X., and Tyler B.M., 2008, RXLR-mediated entry of Phytophthora sojae effector Avr1b into soybean cells does not require pathogen-encoded machinery, Plant Cell, 20(7): 1930-1947

Ebbole D.J., 2007, Magnaporthe as a model for understanding host-pathogen interactions, Annu. Rev. Phytopathol., 45: 437-456

Farman M.L., and Leong S.A., 1998, Chromosome walking to the AVR1-CO39 avirulence gene of Magnaporthe grisea: discrepancy between the physical and genetic maps, Genet., 150(3): 1049-1058

Farman M.L., Eto Y., Nakao T., Tosa Y., Nakayashiki H., Mayama S., and Leong S.A., 2002, Analysis of the structure of the AVR1-CO39 avirulence locus in virulent rice-infecting isolates of Magnaporthe grisea, Mol. Plant Microbe Interact., 15(1): 6-16

Fellbrich G., Romanski A., Varet A., Blume B., Brunner F., Engelhardt S., Felix G., Kemmerling B., Krzymowska M., and Nürnberger T., 2002, NPP1, a Phytophthora-associated trigger of plant defense in parsley and Arabidopsis, Plant J., 32(3): 375-390

Flor H.H., 1956, The complementary genic systems in flax and flax rust, Adv. Genet., 8: 29-54

Fudal I., Collemare J., Böhnert H.U., Melayah D., and Lebrun M.H., 2007, Expression of Magnaporthe grisea avirulence gene ACE1 is connected to the initiation of appressorium-mediated penetration, Eukaryot. Cell, 6(3): 546-554

Gilbert M.J., Thornton C.R., Wakley G.E., and Talbot N.J., 2006, A P-type ATPase required for rice blast disease and induction of host resistance, Nature, 440(7083): 535-539

Göhre V., and Robatzek S., 2008, Breaking the barriers: microbial effector molecules subvert plant immunity, Annu. Rev. Phytopathol., 46: 189-215

Hogenhout S.A., Van Der H.R.A., Terauchi R., and Kamoun S., 2009, Emerging concepts in effector biology of plant-associated organisms, Mol. Plant Microbe Interact., 22(2): 115-122

Jeong J.S., Mitchell T.K., and Dean R.A., 2007, The Magnaporthe grisea snodprot1 homolog, MSP1, is required for virulence, FEMS Microbiol. Lett., 273(2): 157-165

Jia Y.L., McAdams S.A., Bryan G..T., Hershey H.P., and Valent B., 2000, Direct interaction of resistance gene and avirulence gene products confers rice blast resistance, EMBO J., 19(15): 4004-4014

Jones J.D., and Dangl J.L., 2006, The plant immune system, Nature, 444(7117): 323-329

Jung Y.H., Jeong S.H., Kim S.H., Singh R., Lee J.E., Cho Y.S., Agrawal G.K., Rakwal R., and Jwa N.S., 2012, Secretome analysis of Magnaporthe oryzae using in vitro systems, Proteomics, 12(6): 878-900

Kang S., Sweigard J.A., and Valent B., 1995, The PWL host specificity gene family in the blast fungus Magnaporthe grisea, Mol. Plant Microbe Interact., 8(6): 939-948

Kale S.D., Gu B., Capelluto D.G., Dou D., Feldman E., Rumore A., Arredondo F.D., Hanlon R., Fudal I., Rouxel T., Lawrence C.B., Shan W., and Tyler B.M., 2010, External lipid PI3P mediates entry of eukaryotic pathogen effectors into plant and animal host cells, Cell, 142(2): 284-295

Khang C.H., Berruyer R., Giraldo M.C., Kankanala P., Park S.Y., Czymmek K., Kang S., and Valent B., 2010, Translocation of Magnaporthe oryzae effectors into rice cells and their subsequent cell-to-cell movement, Plant Cell, 22(4): 1388-1403

Kim S., Ahn I.P., Rho H.S., and Lee Y.H., 2005, MHP1, a Magnaporthe grisea hydrophobin gene, is required for fungal development and plant colonization, Mol. Microbiol., 57(5): 1224-1237

Kim S.G., Wang Y., Lee K.H., Park Z.Y., Park J., Wu J., Kwon S.J., Lee Y.H., Agrawal G.K., Rakwal R., Kim S.T., and Kang K.Y., 2012, In-depth insight into in vivo apoplastic secretome of rice-Magnaporthe oryzae interaction, J. Proteomics, 78: 58-71

Küfner I., Ottmann C., Oecking C., and Nürnberger T., 2009, Cytolytic toxins as triggers of plant immune response, Plant Signal. Behav., 4(10): 977-979

Li W., Wang B., Wu J., Lu G., Hu Y., Zhang X., Zhang Z., Zhao Q., Feng Q., Zhang H., Wang Z., Wang G., Han B., Wang Z., and Zhou B., 2009, The Magnaporthe oryzae avirulence gene AvrPiz-t encodes a predicted secreted protein that triggers the immunity in rice mediated by the blast resistance gene Piz-t, Mol. Plant Microbe Interact., 22(4): 411-420

Liu J., Wang X., Mitchell T., Hu Y., Liu X., Dai L., and Wang G.L., 2010, Recent progress and understanding of the molecular mechanisms of the rice-Magnaporthe oryzae interaction, Mol. Plant Pathol., 11(3): 419-427

Liu B., Li J.F., Ao Y., Qu J., Li Z., Su J., Zhang Y., Liu J., Feng D., Qi K., He Y., Wang J., and Wang H.B., 2012, Lysin motif-containing proteins LYP4 and LYP6 play dual roles in peptidoglycan and chitin perception in rice innate immunity, Plant Cell, 24(8): 3406-3419

Mattinen L.L., Tshuikina M.M., Mäe A.A., and Pirhonen M.M., 2004, Identification and characterization of Nip, necrosis-inducing virulence protein of Erwinia carotovora subsp. Carotovora, Mol. Plant Microbe Interact., 17(12): 1366-1375

Mentlak T.A., Kombrink A., Shinya T., Ryder L.S., Otomo I., Saitoh H., Terauchi R., Nishizawa Y., Shibuya N., Thomma B.P.H.J., and Talbot N.J., 2012, Effector-mediated suppression of chitin-triggered immunity by Magnaporthe oryzae is necessary for rice blast disease, Plant Cell, 24: 322-335

Miki S., Matsui K., Kito H., Otsuka K., Ashizawa T., Yasuda N., Fukiya S., Sato J., Hirayae K., Fujita Y., Nakajima T., Tomita F., and Sone T., 2009, Molecular  cloning  and  characterization  of  the AVR-Pia locus from a Japanese field isolate of Magnaporthe oryzae, Mol. Plant Pathol., 10(3): 361-374

Mosquera G., Giraldo M.C., Khang C.H., Coughlan S., and Valent B., 2009, Interaction transcriptome analysis identifies Magnaporthe oryzae BAS1-4 as biotrophy-associated secreted proteins in rice blast disease, Plant Cell, 21(4): 1273-1290

Okuyama Y., Kanzaki H., Abe A., Yoshida K., Tamiru M., Saitoh H., Fujibe T., Matsumura H., Shenton M., Galam D.C., Undan J., Ito A., Sone T., and Terauchi R., 2011, A multifaceted genomics approach allows the isolation of the rice Pia-blast resistance gene consisting of two adjacent NBS-LRR protein genes, Plant J., 66(3): 467-479

Orbach M.J., Farrall L., Sweigard J.A., Chumley F.G., and Valent B., 2000, A telomeric avirulence gene determines efficacy for the rice blast resistance gene Pi-ta, Plant Cell, 12(11): 2019-2032

Ottmann C., Luberacki B., Küfner I., Koch W., Brunner F., Weyand M., Mattinen L., Pirhonen M., Anderluh G., Seitz H.U., Nürnberger T., and Oecking C., 2009, A common toxin fold mediates microbial attack and plant defense, Proc. Natl. Acad. Sci., USA, 106(25): 10359-10364

Panstruga R., and Dodds P.N., 2009, Terrific protein traffic: the mystery of effector protein delivery by filamentous plant pathogens, Science, 324(5928): 748-750

Park C.H., Chen S., Shirsekar G., Zhou B., Khang C.H., Songkumarn P., Afzal A.J., Ning Y., Wang R., Bellizzi M., Valent B., and Wang G.L., 2012, The Magnaporthe oryzae effector AvrPiz-t targets the RING E3 ubiquitin ligase APIP6 to suppress pathogen-associated molecular pattern-triggered immunity in rice, Plant Cell, 24(11): 4748-4762

Qutob D., Kamoun S., and Gijzen M., 2002, Expression of a Phytophthora sojae necrosis-inducing protein occurs during transition from biotrophy to necrotrophy, Plant J., 32(3): 361-373

Qutob D., Kemmerling B., Brunner F., Küfner I., Engelhardt S., Gust A.A., Luberacki B., Seitz H.U., Stahl D., Rauhut T., Glawischnig E., Schween G., Lacombe B., Watanabe N., Lam E., Schlichting R., Scheel D., Nau K., Dodt G., Hubert D., Gijzen M., and Nürnberger T., 2006, Phytotoxicity and Innate Immune Responses Induced by Nep1-Like Proteins, Plant Cell, 18(12): 3721-3744

Rep M., 2005, Small proteins of plant-pathogenic fungi secreted during host colonization, FEMS Microbiol. Lett., 253(1): 19-27

Ribot C., Césari S., Abidi I., Chalvon V., Bournaud C., Vallet J., Lebrun M.H., Morel J.B., and Kroj T., 2013, The Magnaporthe oryzae effector AVR1-C039 is translocated into rice cells independently of a fungal-derived machinery, Plant J., 74(1): 1-12

Saitoh H., Fujisawa S., Mitsuoka C., Ito A., Hirabuchi A., Ikeda K., Irieda H., Yoshino K., Yoshida K., Matsumura H., Tosa Y., Win J., Kamoun S., Takano Y., and Terauchi R., 2012, Large-scale gene disruption in Magnaporthe oryzae identifies MC69, a secreted protein required for infection by monocot and dicot fungal pathogens, PLoS Pathog, 8(5): e1002711

Shimizu T., Nakano T., Takamizawa D., Desaki Y., Ishii-Minami N., Nishizawa Y., Minami E., Okada K., Yamane H., Kaku H., and Shibuya N., 2010, Two LysM receptor molecules, CEBiP and OsCERK1, cooperatively regulate chitin elicitor signaling in rice, Plant J., 64(2): 204-214

Su Y., Li C.Y., Zhao Z.W., Zhou X.G., Li J.B., Yang J., Liu L., and Ye Y.F., 2006, Primary analysis of the secretory proteins in genome scale of Magnaporthe grisea, Yu’nan Nongye Daxue Xuebao (Journal of Yunnan Agricultural University), 21(3): 271-275 (苏源, 李成云, 赵之伟, 周晓罡, 李进斌, 杨静, 刘林, 业艳芬, 2006, 稻瘟菌基因组规模分泌蛋白的预测分析, 云南农业大学学报, 21(3): 271-275)

Sweigard J.A., Carroll A.M., Kang S., Farrall L., Chumley F.G., and Valent B., 1995, Identification, cloning, and characterization of PWL2, a gene for host species specificity in the rice blast fungus, Plant Cell, 7(8): 1221-1233

Talbot N.J., Ebbole D.J., and Hamer J.E., 1993, Identification and characterization of MPG1, a gene involved in pathogenicity from the rice blast fungus Magnaporthe grisea, Plant Cell, 5(11): 1575-1590

Talbot N.J., Kershaw M.J., Wakley G.E., De Vries O.M.H., Wseesls J.G.H., and Hamer J.E., 1996, MPG1 encodes a fungal hydrophobin involved in surface interactions during infection-related development of Magnaporthe grisea, Plant Cell, 8(6): 985-999

Talbot N.J., 2003, On the trail of a cereal killer: Exploring the biology of Magnaporthe grisea, Annu. Rev. Microbiol., 57: 177-202

Tyler B.M., Tripathy S., Zhang X., Dehal P., Jiang R.H., Aerts A., Arredondo F.D., Baxter L., Bensasson D., Beynon J.L., Chapman J., Damasceno C.M., Dorrance A.E., Dou D., Dickerman A.W., Dubchak I.L.,  Garbelotto M., Gijzen M., Gordon S.G., Govers F., Grunwald N.J., Huang W., Ivors K.L., Jones R.W., Kamoun S., Krampis K., Lamour K.H., Lee M.K., McDonald W.H., Medina M., Meijer H.J., Nordberg E.K., Maclean D.J., Ospina-Giraldo M.D., Morris P.F., Phuntumart V., Putnam N.H., Rash S., Rose J.K., Sakihama Y. Salamov A.A., Savidor A., Scheuring C.F., Smith B.M., Sobral B.W., Terry A., Torto-Alalibo T.A., Win J., Xu J.Y., Zhang H.B., Grigoriev I.V., Rokhsar D.S., and Boore J.L., 2006, Phytophthora genome sequences uncover evolutionary origins and mechanisms of pathogenesis, Science, 313(5791): 1261-1266

Veit S., Wörle J.M., Nürnberger T., Koch W., and Seitz H.U., 2001, A novel protein elicitor (PaNie) from Pythium aphanidermatum induces multiple defense responses in carrot, Arabidopsis and tobacco, Plant Physiol., 127(3): 832-841
von Heijne G., 1990, Protein targeting signals, Curr. Opin. Cell Biol., 2(4): 604-608

 Wang Y.M., Wu J.N., Park Z.Y., Kim S.G., Rakwal R.D., Agrawal G.K., Kim S.T., and Kang K.Y., 2011, Comparative secretome investigation of Magnaporthe oryzae proteins responsive to nitrogen starvation, J. Proteome. Res., 10(7): 3136-3148

Whisson S.C., Boevink P.C., Moleleki L., Avrova A.O., Morales J.G., Gilroy E.M., Armstrong M.R., Grouffaurd S., van West P., Chapman S., Hein I., Toth I.K., Pritchard L., and Birch P.R., 2007, A translocation signal for delivery of oomycete effector proteins into host plant cells, Nature, 450(7166): 115-118

Xue M., Yang J., Li Z., Hu S., Yao N., Dean R.A., Zhao W., Shen M., Zhang H., Li C., Liu L., Cao L., Xu X., Xing Y., Hsiang T., Zhang Z., Xu J.R., and Peng Y.L., 2012, Comparative analysis of the genomes of two field isolates of the rice blast fungus Magnaporthe oryzae, PLoS Genet., 8(8): e1002869

Yoshida K., Saitoh H., Fujisawa S., Kanzaki H., Matsumura H., Yoshida K., Tosa Y., Chuma I., Takano Y., Win J., Kamoun S., and Terauchi R., 2009, Association genetics reveals three novel avirulence genes from the rice blast fungal pathogen Magnaporthe oryzae, Plant Cell , 21(5): 1573-1591

Zhou B., Qu S., Liu G., Dolan M., Sakai H., Lu G., Bellizzi M., and Wang G.L., 2006, The eight amino-acid differences within three leucine-rich repeats between Pi2 and Piz-t resistance proteins determine the resistance specificity to Magnaporthe grisea, Mol. Plant Microbe Interact., 19(11): 1216-1228

Zhou J.M., and Chai J., 2008, Plant pathogenic bacterial type III effectors subdue host responses, Curr. Opin. Microbiol., 11(2): 179-185